Книги по аквариумистике
Наука в практике аквариумного рыбоводства
В настоящее время в практике аквариумного рыбоводства используется значительный арсенал различных препаратов и веществ, влияющих на обмен веществ рыб, среди которых особого внимания заслуживают гормональные препараты, стимулирующие процессы созревания половых продуктов и активизирующие нерест рыб; анестезирующие вещества, применяемые при пересадках, перевозках и манипуляциях с инъекциями различных веществ в тело рыб; вещества для обесклеивания икры рыб, стимулирующие рост молоди и выживаемость икры и личинок рыб; мутагенные вещества, используемые в генетике и селекции рыб; бактерицидные вещества для обработки воды в нерестовиках; вещества, вызывающие реверсию пола.
Гормональные препараты. Для стимуляции созревания половых продуктов рыб наиболее часто используют такие препараты, как суспензия гонадотропных гормонов гипофиза; хориогонин, нерестины, выпускаемые научно-производственным объединением «Аквакультура» (г. Пущино).
Наиболее подходящими (в силу видоспецифичности действия гонадотропных гормонов) являются препараты собственных гипофизов вида. Однако получение значительного количества собственных гипофизов проблемных рыб — маловероятно. Наиболее универсальным действием обладают гипофизы карпа, леща, карася, вьюна.
Для заготовки гипофизов используют живую, половозрелую рыбу (в крайнем случае, свежеснулую или замороженную). Нельзя получать гипофизы от неполовозрелых, больных, старых или только что отнерестившихся рыб. У таких рыб гонадотропные гормоны в гипофизе отсутствуют. Максимальное содержание их наблюдается перед нерестом. Карповые гипофизы лучше заготавливать в осенне-зимний период.
Для получения половых продуктов от окунеобразных рыб можно использовать не только гипофизы карпа, но и судака.
Гипофиз представляет собой небольшой белый шарик, расположенный под средней частью промежуточного мозга рыбы. Для извлечения его из черепа рыбы используют деревянный столик, вдоль средней линии которого делают длинную сквозную щель для свободного прохода лезвия ножа.
Поперек этой щели с внутренней стороны посередине стола прикрепляют деревянную планку, предназначенную для упора конца ножа при вскрытии черепа рыбы.
Для обескровливания рыбе перерезают жабры, затем острым ножом, положив рыбу набок, прокалывают затылочные кости и, пропустив нож сквозь щель стола и уперевшись концом ножа в деревянную планку, нажимают на него, срезая кости черепа. Мозг сверху и с боков аккуратно промокают углом фильтровальной бумаги, подрезают нервы вокруг мозга, перерезают сзади мозг на границе продолговатого и спинного мозга и, ухватившись пинцетом за конец продолговатого мозга, вынимают головной мозг из черепной коробки. Гипофиз будет находиться в нижней части мозга или, что чаще бывает, отрываясь, будет располагаться под пленкой на дне черепной коробки, откуда его извлекают, предварительно промокнув жидкость в черепной коробке ватным тампоном или фильтровальной бумагой.
Гипофизы собирают в баночку с небольшим количеством чистого ацетона и выдерживают около часа (они должны быть полностью погруженными в ацетон), затем перемещают во вторую баночку с ацетоном (с чистым ацетоном без воды!), где ацетона должно быть по объему в 10—15 раз больше, чем гипофизов, и выдерживают 12 ч. Этот ацетон сливают, заливают такой же объем свежего ацетона и выдерживают еще 6—8 ч. Далее гипофизы раскладывают на фильтровальную бумагу в сухом помещении и подсушивают при комнатной температуре до исчезновения запаха ацетона. Недопустимо подогревание гипофизов или попадание на них прямых лучей солнечного света.
Хранят гипофизы обычно до двух лет в сухих пузырьках с ваткой, герметично закрытых. Пузырек не следует открывать в помещении с повышенной влажностью.
Для гипофизарных инъекций пригодны сохранившие свою форму гипофизы белого или светло-коричневого цвета; заплесневевшие, почерневшие и подмоченные — для работы не годятся.
Гипофизы применяют в виде инъекций их суспензий. Для этого гипофизы взвешивают, растирают в фарфоровой ступке и смешивают с физиологическим раствором, после чего инъецируют рыбам в спинную мышцу чуть ниже спинного плавника. В качестве физиологического раствора для пресноводных рыб используют раствор чистой поваренной соли (6 г/л) или хлориды натрия, калия и кальция (7, 5, 0, 2 и 0, 2 г/л), или бикарбонат натрия (0, 02 г/л), а для морских рыб—хлориды натрия, калия, кальция и магния (7, 8, 0, 18, 0, 166 и 0, 095 г/л), бикарбонат натрия (0, 084 мг/л) или дигидрофосфат натрия (0, 06 г/л).
В инъецировании рыб участвуют два человека: один держит во влажной марле или тряпке предварительно анестезированную рыбу, спиной к напарнику, другой — осуществляет инъекцию, вводя иглу под острым углом под чешуйку в спинную мышцу. Для инъекций используют малоемкие шприцы (0, 5—1 мл) и длинные тонкие иглы (проверить, чтобы не забивались суспензией гипофиза). Перед инъекцией суспензию в ступке перемешивают, несколько раз набирая ее и выпуская в ступку шприцем.
В зависимости от срока хранения гипофиза и вида инъецируемой рыбы вводимая доза составляет от 2 до 20 мг на 1 кг массы самки (около 4 мг на 1 кг). Самцам дают половину дозы самок.
Доза при верхней границе нерестовой температуры может быть на четверть ниже, чем применяемая при низких температурах.
Обычно делают две инъекции: предварительную (от десятой части до половины всей дозы) и разрешающую (оставшуюся часть дозы) с интервалом в 6—15 ч. Самцам вводят только разрешающую дозу, составляющую половину дозы, вводимой самкам.
Для инъецирования мелких рыб используют следующую методику. Гипофиз очень тщательно перетирают в ступке, размешивают в физиологическом растворе и, дав несколько секунд отстояться, набирают в стеклянную трубочку с оттянутым на горелке тонким острым носиком. Носик размечают делениями с объемом в несколько капель.
Чем длиннее и тоньше носик у получившейся таким образом пипетки, тем более точную дозу гипофиза удается ввести рыбе.
На другой конец трубки надевают кусочек шланга, заткнутый с противоположного конца пробкой или зажимом. В эту пипетку набирают объем гипофиза, в 2 раза больший, чем нужно для инъекции, замечают деление и нажатием на резиновый шланг вводят половину объема. Непосредственно перед инъецированием рыбу заворачивают в кусочек мокрого газа и закручивают подобно фантику на конфете со стороны головы и хвоста.
Такую своеобразную упаковку прикалывают к кусочку пенопласта или дощечки за закрученные концы. Инъецируют в упаковке, под кожу, прокалывая через газ покровы спинки рыбы острым концом пипетки.
Всю операцию необходимо производить не мешкая, уверенно и точно, что требует навыка, выработанного определенной практикой. Прикасаться к рыбке руками нельзя, иначе она погибнет. Гонадотропную функцию гипофиза усиливают соли цинка.
Во избежание воспалительного процесса на месте инъекции используют стерильную посуду или добавляют к суспензии гипофиза бициллин-5 или мономицин (1 000 ЕД/мл).
Для получения более раннего созревания половых продуктов некоторые любители используют многократные, мелкими дозами, инъекции гипофиза.
Таким способом у мозамбикской тиляпии удалось вызвать нерест уже на 4-м месяце жизни.
В качестве гипофизозаменителя можно использовать хориогонический гонадотропин —хориогонин (синонимы — антелобин, фоллютеин). Это белый или почти белый порошок, растворимый в воде. Растворы нестойкие, поэтому их готовят перед употреблением. Выпускается в герметически закупоренных флаконах по 500, 200 и 100 ЕД в виде порошка, с приложением ампулы в 2 мл с растворителем.
Самкам вводят два раза, самцам — один раз в дозе 1500—2500 ЕД на 1 кг массы рыбы, или 1—3,5 мг на 1 кг рыбы; удобен при инъецировании мелких рыб, так как не забивает носик пипетки.
Используют и ряд других гормонозаменителей гипофиза. К ним относится СЖК (сыворотка жеребой кобылы) — светло-желтая или светло-желтая со слегка розовым оттенком жидкость, иногда опалесцирующая или с небольшим осадком, получаемая от кобыл в начальный период беременности (30—90 дней). Консервируют сыворотку 5%-ным раствором фенола, добавляя на 9 частей сыворотки 1 часть раствора фенола. Сохраняют СЖК в герметически закупоренных банках или во флаконах в темном прохладном месте. Активным началом препарата является глюкопротеид, оказывающий как фолликулостимулирующее, так и лютеинизирующее действие. Для получения половых продуктов препарат вводят один или два раза в дозе около 1 мл, или 1500—3000 ME на 1 кг массы рыбы.
Аналогичное действие имеет на цихлид и вьюновых рыб гравидан (препарат, получаемый из мочи беременных женщин) в дозе 10—50 ME на особь,
У клариасов стимулирующее действие на созревание половых продуктов оказывает ацетат дезоксикортикостерона в дозе 5 мг на 100 г массы рыбы.
Наибольшей результативностью обладают комплексные инъекции гипофиза (12 мл/кг) и хориогонина (500—1000 МЕ/кг), а также смеси гипофиза с пилокарпином (0,001 %-ного раствора 0,5—1 мл/кг), гестофирином (0,5 мг/кг) или нитратом стрихнина (0,5—1 мг) в сочетании с витаминами B1 (2,4 мг), С (5 мг) и 40%-ным раствором глюкозы на 1 кг массы рыбы.
В последнее время для формирования процессов созревания рыб используют новые эндокринные средства, мг/кг при одноразовой обработке: эстрофан (0, 1—0, 5), кломифенцитрат (1—10), прогестерон (1), кортизон (65—225), метапирон (1), эстрадиол (10—245), кортикостерон (53—225), люлиберин или гонадолиберин (0, 5—2).
В настоящее время широкое применение получили нерестины-1—5 производства НПО «Аквакультура», стимулирующие созревание и выделение качественных половых продуктов физиологически подготовленных самок и самцов аквариумных рыб. Нерестины можно вводить внутримышечно, внутриполостно и, что особенно важно при разведении мелких аквариумных рыб, безынъекционным способом — с кормом. В состав нерестинов входят аналоги люлиберина, стимулирующие выработку собственных гонадотропных гормонов непосредственно в гипофизе обработанной рыбы, а также вещества, обладающие антистрессовым и регенеративным действием.
При инъекции хориогонического гонадотропина в дозе 100 ЕД икра оказалась перезрелой и при введении 75 ЕД — недозрелой.
Хорошие результаты получены на двухцветном лабео с двукратной инъекцией: первая — хориогонином, вторая — через сутки суспензией гипофиза (2 мг гипофиза на 100 г массы рыбы).
Нерест произошел в первые сутки после разрешающей инъекции.
Получен прекрасный нерест макрогнатусов через сутки после однократной инъекции хориогонина самкам и самцам в спинную мышцу примерно посредине тела (по 100 ЕД). Единственным условием успеха является то, что гормон надо вводить с возможно меньшим количеством растворителя, желательно не более 0,25 см3.
Успешно разведен таиландский мастацембелус с использованием двукратной инъекции. При предварительном инъецировании самкам вводили в мышцы спины по 200 ЕД хориогонического гонадотропина, самцам — по 50 ЕД.
При разрешающей инъекции доза соответственно 0, 6 и 0, 3 мг гипофиза в 0, 1 мл суспензии. Через 3 ч после разрешающей инъекции для дополнительной стимуляции нереста следует увеличить подачу воздуха в аквариум. Через 3 ч после этого начинаются бурные брачные игры — рыбы буквально свиваются в клубок, после чего начинается икрометание.
Успех при разведении с применением гонадотропных инъекций во многом зависит от того, насколько производители готовы к нересту и насколько удачно подобрана доза инъецируемого гормона. Примером неудачного нереста может служить опыт разведения цихлиды «павлиний глаз». Производителям было введено в мышцу спины: самцу — 400 ИЕ, самке — 200 ИЕ гонадотропного гормона хорио-гонина. Нерест начался через 1, 5 ч. К сожалению, икра после нереста побелела.
Анестезирующие вещества применяют в двух случаях; для кратковременного обездвиживания рыб на 1—5 мин, с целью пересадки из одной емкости в другую или для проведения инъекционных работ, а также искусственного получения половых продуктов; для длительного снижения активности рыб (на несколько часов) при их перевозке.
При действии малых доз анестетика рыбы через несколько минут сначала становятся малоподвижными, далее ложатся на дно или всплывают, продолжая дыхательные движения жабрами. При передозировке у рыб прекращаются движения жаберных крышек, и они могут погибнуть. Обычно при одной и той же концентрации анестетика при более высокой температуре его действие более эффективно, чем при более низкой. Прекращение наркоза осуществляется пересадкой рыб в свежую воду. При этом температура ее должна быть на 1—5°С ниже той, которая была при наркозе. Рыбы с разной видовой активностью и разных размеров требуют различных концентраций анестетика.
Растворы анестетиков обычно хранят не более трех дней. Для кратковременной наркотизации используют следующие анестетики в соответствующих концентрациях: амилен-гидрат (7—13 г/л), гидрохлорид-2-метил-4-винилоксихинолин (10— 20 мл/л), комбелен (0,1—0,2 мл/л), метилпентанол (0,5— 1 мл/л), метилпаратимол (2—4 мл/л), бикарбонат натрия (0,4—0,6 г/л), пропоксат (3—4 мл/л), пропоксимол (0,05— 0,4 мл/л), третичный амиловый спирт (0,25—0,5 мл/л), третичный бутиловый спирт (0,3—3,5 мл/л), трибромэтанол (5—50 мл/л), трикаин-метансульфонат (MS-222) (0,13— 0,26 г/л), трихлорбутанол (0,25—0,4 г/л), СО2 (0,2—0,4 г/л), хинальдин (5—12 мг/л), хинальдин-гидрохлорид (25 мг/л), хлоралгидрат (20—30 г/л), хлорэтон (0,2—0,4 г/л), эвгенол (100 мг/л), серный эфир (17,2 мг/л), уретан (0,5— 1 мг/л).
Для приготовления раствора хильнальдина 0, 1 мл его маслянистой жидкости растворяют в 1—2 мл этилового спирта или ацетона, после чего смесь выливают в емкость с 4,5—6 л воды.
Продолжительность нахождения рыбы в растворе хинальдина не должна превышать 10 мин.
При перевозке рыбы на небольшие расстояния в качестве анестетика используют: для морских рыб — амобарбитал в концентрации 105—130 мг/л, для пресноводных рыб— амиленгидрат (0, 5—1, 25 мл/л), хлоралгидрат (2,3—3,1 г/л) или трикаин-метансульфонат (MS-222) (10—25 мг/л). Реакцию воды стабилизируют бикарбонатом натрия (150 мг/л). Плотность посадки рыбы при наркотизации можно увеличить в 2—3 раза относительно нормы.
Хорошие результаты при перевозке рыб в течение 6—8 ч дает использование смеси анестетиков: менокаина и хинальдина по 10 мг/л. Эта смесь обладает малой размерной и видовой специфичностью действия и может использоваться для перевозки как пресноводных, так и морских рыб.
Обесклеивание икры обычно осуществляют при инкубации ее в аппаратах Вейса или их аналогах (перевернутых бутылках без донышка, где икра инкубируется за счет подачи воды снизу через горлышко). Обычно таким образом инкубируют большие количества икры золотой рыбки, орфы, цветного карпа-кои.
Оболочка клейкой икры состоит из двух слоев: жесткого, внутреннего,— первичная оболочка (Zona radiata) и наружного, клейкого,— хориона (chorion). Обесклеивание осуществляется двумя способами: разрушением наружного слоя и опудриванием клейкого хориона.
Для растворения яйцевой оболочки используют 1%-ный раствор трипсина, приготовленный на фосфатном буфере с рН 7,4—7,5. Икру выдерживают в этом растворе несколько минут до потери клейкости и промывают водой. Можно для этих же целей использовать 1 %-ный раствор проназы.
Хорошо растворяется клейкий слой икры при выдерживании в растворе гиалуронидазы, ферменте сперматозоидов, за счет которого они растворяют оболочку яйцеклетки млекопитающих и оплодотворяют ее. Гиалуронидазу можно получить, провернув через мясорубку семенники и проэкстрагировав этот фермент физиологическим раствором. Фермент гиалуронидаза является действующим началом препарата ПАС «Г» (порошкообразные ацетонированные семенники «говяжьи»). Из этого препарата готовят маточный раствор: 5 г раствора настаивают при комнатной температуре не менее 3 ч в 10 мл стерильного физиологического раствора (6—9 г NaCl на 1 л/воды). Маточный раствор ПАС «Г» можно хранить в холодильнике 5—7 суток. Для обесклеивания этот раствор разбавляют в 10 раз водой.
Можно обесклеивать икру раствором в составе: 1 г NaCl и 3 г химически чистой мочевины на 1 л воды. После обесклеивания икру обрабатывают в растворе танина (0,1— 1,6 г/л).
Опудривание клейкого слоя икры осуществляют, промывая ее водой с илом, крахмалом или тальком. Часто для обесклеивания достаточно бывает промыть икру 1%-ным раствором поваренной соли.
Хорошие результаты дает обесклеивание молоком, разбавленным в 10—20 раз водой. Икру орфы и золотой рыбки обесклеивают в этом растворе в течение 1 ч, постоянно перемешивая куриными перьями или барботируя воздухом. Если на 1 л раствора добавить 3 г поваренной соли, икра лучше набухает, становится прочнее на раздавливание и при инкубации в обычной пресной воде дает значительно меньший отход.
При инкубации икры воду в нерестовике дезинфицируют, добавляя в нее в концентрации 0, 5—2 мг/л метиленового синего, риванола, малахитового зеленого, фиолетового К, оксалата ярко-зеленого, трипафлавина или эрициклина. При наличии в нерестовике растений концентрацию метиленового синего увеличивают, так как основная его часть уходит из воды в растение.
Препараты, повышающие темпы роста молоди и выживаемость икры и личинок рыб. Для повышения выживаемости икры в процессе ее инкубации, а также личинок и мальков в процессе их подращивания, особенно в условиях, отличных от оптимальных, в последние годы применяют препарат даларгин. Одновременно даларгин ускоряет темп роста молоди рыб.
На достижение срока половой зрелости и воспроизводительную способность рыб этот препарат не влияет.
Даларгин — синтетический суперактивный аналог лейэнкефалина, представляет собой белый мелкокристаллический порошок, легкорастворимый в воде. Промышленностью выпускается в виде порошка в ампулах по 1 мг для внутривенного или внутримышечного введения людям с целью усиления регенерации поврежденных тканей.
Маточный раствор даларгина готовят, растворяя 1 мг его в 1 л стерильной дистиллированной воды. Стерильный водный раствор даларгина может храниться в холодильнике при 4°С несколько лет. В момент нереста рыб одноразово добавляют 1 мл маточного раствора даларгина на 1 л воды нерестовика. Полезно добавлять его в той же концентрации к личинкам сразу после выхода их из оболочек икры (до перехода на плав).
Для увеличения численности и величины потомства в корм производителям добавляют телячью вилочковую железу.
Кормление рыб щитовидной железой ускоряет их метаморфоз, но замедляет рост.
Заметно ускорить темп роста рыб можно с помощью внутримышечных инъекций: бычьего гормона роста (10 мг/кг, ежедневно), бычьего инсулина (0, 3—10 МЕ/кг ежедневно), 4-хлоротестостеронацетата (по 0, 5 мг/кг каждые 4-е сутки), тестостеронпропионата (по 10 мг/кг каждые 4-е сутки), метиландростендиона (по 4 мг/кг каждые 4-е сутки); тиреоидина (10 мг/кг).
Более удобно гормональные препараты роста вводить в корм в концентрации, мг/кг корма: этилэстрол (2,5), диметазин (5), 17-метилтестостерон (1—2), 17-этинилтестостерон (2,5—3,5), метиландростендион (7,8), метиландростерон (15), андростендион (500), тестостеронпропионат (560), андростерон (580), дегидроэпиандростерон (3,22 г/кг), тестостерон (10 мг/кг), 11-кетотестостерон (10), оксиметолон (10), станазол (833), 1-дегидростеронацетат (15), тиреоид быка (20), тиреоид сухой (6), трийодтиронин (20), крезацин (10—20), тиреоидин (60 мг/кг), При добавлении тиреоидина непосредственно в воду его концентрация, ускоряющая рост, равна 0,1—10 мг на 1 л воды.
Усилить в 5 раз выделение эпителиального слизистого секрета у дискусов, незаменимого корма для их молоди, можно за счет инъекций рыбам пролактина и соматотропина.
Усиление окраски рыб. Усилить красные тона окраски рыб можно введением в корма лепестков календулы, лилий, одуванчика, экстракта жира из красного перца, крилевой муки. Инъекция иохимбина (растительного алкалоида) вызывает появление брачного наряда, например у горчака.
Биологически активные вещества. В селекционной работе обычно используют три этапа: получение разнообразия в потомстве, отбор особей с интересующими признаками и закрепление признаков в потомстве.
Для получения максимально большого разнообразия в потомстве применяют мутагенные вещества: этиленимин, эфиры сульфоновой кислоты, гидроксиламин, диметилсульфат (0, 11—0, 13 mM), нитрозоалкилмочевину, нитрозоэтилмочевину, нитрозометилмочевину (0, 97—9, 7 mM). Четкого генетического эффекта можно достичь при обработке мутагенами спермы холодноводных рыб в течение 1 ч, а тепловодных — в течение 30 мин.
При отборе удачных вариантов приходится иметь дело с признаками, сцепленными с полом. В таких случаях часто приходится прибегать к реверсии пола, то есть к изменению пола на противоположный. Получить 100% самцов можно при| внесении в корм самкам от 30 до 100 мг на 1 кг корма метилтестостерона или этинилтестостерона, а 100% самок можно получить при скармливании самцам или малькам 20 мг эстрадиола или 50 мг этинилэстрадиола на 1 кг корма. Для получения реверсии пола кормление с применением этих препаратов осуществляют, в течение месяца.
Для закрепления признаков прибегают к получению полиплоидного потомства, отличающегося большей жизнестойкостью и акселерацией. Тетраплоидное потомство получают за счет обработки икры в нерестовике сразу после нереста в момент набухания икры и прохождения первой полосы дробления колхицином или его менее токсичным аналогом колцемидом в концентрации 1 мг/л в течение нескольких минут, после чего икру отмывают от препарата.
Использование вышеперечисленных биологически активных веществ и методов их применения значительно расширяет возможности любого аквариумиста в освоении серьезной аквариумистики.
Практический опыт применения гормона при селекции живородящих карпозубых. Даже опытных аквариумистов поражают случаи превращения в полноценных самцов взрослых, неоднократно приносивших мальков самок меченосцев, пецилий, формоз, моллинезий и некоторых других рыб, или случаи, когда выращенная и содержащаяся отдельно от самцов самка гуппи выметывает мальков и все они оказываются самками. Не так уж редко бывает, когда из-за рубежа поступает новый интересный вид рыб и его не удается сохранить, так как самки приносят однополое потомство или у одного аквариумиста потомство какой-либо рыбы состоит почти из одних самцов, а у другого, наоборот, из одних самок.
Не меньшее удивление вызывают нередко встречающиеся в печати сообщения о положительных результатах экспериментов по изменению с помощью гормонов пола у тиляпии, гуппи и некоторых других рыб.
Все такие случаи вызывают среди аквариумистов споры: одни сомневаются в их реальности, другие дискутируют о порождающих их причинах, а третьих интересует возможность использования гормонов при разведении и выведении новых пород рыб.
Прежде всего надо знать, что у разных видов рыб механизм определения пола неодинаков, следовательно, цели, способы и эффективность применения гормонов у рыб с разными механизмами определения пола должны быть различными.
Подавляющее большинство рыб раздельнополы, их популяции состоят из самок и самцов. Однако наряду с раздельнополыми видами у рыб встречаются и гермафродиты двух типов: синхронные, у которых мужская и женская половые железы созревают одновременно, благодаря чему они способны к самооплодотворению, и последовательные, с последовательной в течение жизни сменой половой принадлежности, что исключает возможность самооплодотворения.
Отдельные гермафродитные особи встречаются и у многих видов рыб с четким разделением полов — у сигов, карпа, тиляпий, гуппи, ерша. У карпа и гуппи оказалось возможным самооплодотворение.
Этим объясняются случаи, когда виргинные самки гуппи выметывают мальков и весь помет состоит из особей женского пола.
По наблюдениям, содержание самок меченосцев в растворе метилтестостерона той же концентрации, что и для гуппи, в подавляющем большинстве случаев приводит к превращению их в полноценных самцов. Такие наблюдения побудили автора этих строк не ограничиваться окраской с помощью метилтестостерона взрослых самок, а попытаться, выращивая в растворе гормона личинок гуппи, добиться превращения генотипических самок в самцов и получить от них потомство.
Для опытов был приготовлен раствор метилтестостерона по рецепту, которым пользуются американские селекционеры. Приготавливают его следующим образом: 0,1 г метилтестостерона растворяют в 100 см3 70%-ного этилового или метилового спирта, после чего в этот раствор вливают 900 см3 дистиллированной воды. Таким образом получается 1 л раствора, который через день вносится в аквариум с рыбой из расчета 1 капля на 1 л воды.
Можно просто бросить в аквариум таблетку метилтестостерона, но в этом случае самки могут стать бесплодными.
Опыты по содержанию самок гуппи в растворе метилтестостерона такой концентрации показали, что для «проявления» большинства цветных пятен на теле и плавниках самок достаточно 3—4 недель. Молодые виргинные самки окрашиваются быстрее, чем оплодотворенные и старые. Содержание молодых (2—4-месячных) самок в растворе гормона более 3—4 недель может привести к необратимому бесплодию, а более старых крупных самок можно содержать в растворе гормона дольше (30—35 суток), не опасаясь, что они необратимо потеряют способность к размножению. Кроме появления окраски у таких самок увеличиваются размеры спинного и хвостового плавников, а анальный плавник заостряется. Сильное заострение его является сигналом-предупреждением о том, что для сохранения способности к размножению необходимо прекратить гормональную обработку. После прекращения ее, прежде чем подсаживать окрашенных самок к самцам, необходимо для восстановления плодовитости содержать их в чистой, не включающей гормон воде в течение 35—40 суток.
Чередуя периоды содержания самок гуппи в растворе гормона и в чистой воде, удавалось значительно увеличивать размеры хвостового и спинного плавников, сохраняя способность самок к размножению. Содержание самок гуппи в более концентрированном растворе гормона может привести к бесплодию. Возможно, что способность таких самок к размножению может быть восстановлена кормлением их пищей, в которую добавлен женский половой гормон, но сведений о том, что кто-либо ставил такие опыты, не имеется.
Скорость окрашивания, потери плодовитости и возможность ее восстановления зависят при прочих равных условиях не только от размера, возраста и породы самок, но и от их индивидуальных особенностей: даже одновозрастные самки, имеющие общих родителей (из одного помета), по-разному отвечают на гормональную обработку. Поэтому, чтобы не остаться без способных к размножению окрашенных самок, лучше приступать к их окраске после получения от них потомства.
После окончания окраски можно выбраковать непригодных самок и их потомство. Это займет меньше времени, чем проверка самок по потомству.
Недостатком гормонального метода подбора и выбраковки самок является невозможность выявления рецессивных признаков у гетерозигот.
Оплодотворенные самки, содержащиеся в растворе метилтестостерона, способны выметывать мальков, при этом мальки могут оказаться окрашенными. Если их вырастить в растворе метилтестостерона, то можно получить потомство, состоящее из одних самцов. Если выращивать в растворе гормона мальков, рожденных нормальными, не содержавшимися в растворе гормона самками, то превращается в самцов только часть генотипических самок. Остальные генотипические самки после пересадки в чистую воду в той или иной степени претерпевали обратное развитие, постепенно утрачивая признаки самцов: часть из них полностью восстанавливала облик самок и способность приносить мальков, а большинство оставалось бесплодными гермафродитами с формой тела, свойственной самкам.
Выращенных в растворе метилтестостерона самцов по характеру окраски можно безошибочно рассортировать на две группы: генотипических самцов и генотипических самок.
Генотипические самцы окрашены «богаче», так как их украшают цветные пятна, сцепленные и с мужским, и с женским полом, а самцы-инвертанты (генотипические самки) украшены цветными пятнами, сцепленными только с женским полом. Именно эти не заметные до гормональной обработки признаки и передают матери своим сыновьям, у которых они становятся заметными благодаря более высокому содержанию мужского полового гормона у самцов по сравнению с самками (и мужские, и женские половые гормоны образуются у особей обоих полов, но в различных соотношениях).
Самцы-инвертанты способны к размножению, но их потомство состоит из одних генотипических самок, а потомство выращенных в растворе гормона, но не утративших способности к размножению генотипических самцов состоит, как обычно, из равного количества нормальных самок и самцов.
Взрослых, достигших половой зрелости самок, увеличивая концентрации метилтестостерона, а также продолжительность гормональной обработки, превратить в способных к размножению самцов не удавалось. Обработанные метилтестостероном самки активно ухаживают за нормальными самками, их поведение почти не отличается от поведения нормальных самцов при брачных играх, однако получить потомство от них не удается.
Чем объясняется неспособность продуцировать сперматозоиды или неполное превращение анального плавника самки в гоноподий, пока еще не установлено.
Интересно что дочерей самцов-инвертантов превратить в самцов также не удается. Однако небольшого опыта недостаточно для того, чтобы сделать определенные выводы о причинах неудачи.
Увлекательные сами по себе опыты по изменению пола рыб едва ли могут найти широкое применение в аквариумном рыбоводстве. И все же, когда при разведении какого-либо вида рыб получается только однополое потомство, а достать особей противоположного пола негде, имеет смысл рискнуть и попытаться изменить пол части потомков с помощью половых гормонов.
В зависимости от того, насколько совершенен генетический механизм определения пола, можно ожидать разных результатов.
Не исключено, хотя и гарантии тоже нельзя дать, что таким путем удастся сохранить в своем аквариуме редкий вид до получения со стороны особей необходимого пола.
Представляет интерес результаты проведенного мною в течение 6 месяцев и более опыта выращивания родившихся в растворе гормона мальков гуппи. В течение нескольких лет я занимаюсь разведением веерохвостых гуппи с филигранным зеленым корпусом, их хвостовой и спинной плавники украшает сетка такого же цвета. Форма хвостового и спинного плавников почти одинакова у всех самцов: заметных отклонений от стандарта веерохвостых в течение ряда поколений отмечено не было. В этой породной группе меня не устраивало то, что не все самки являлись носителями' филигранного рисунка на корпусе (раньше считалось, что этот признак сцеплен с полом самца, а позже выяснилось, что он, как и многие другие признаки, в результате кроссинговера может передаваться части самок).
Для того чтобы при разведении использовать только нужных мне самок, я стал «окрашивать» самок после получения от них потомства. Некоторые самки выметывали мальков в растворе метилтестостерона, где они росли и содержались в течение нескольких месяцев. Каково же было мое удивление, когда в потомстве этих самок я обнаружил генетических самцов и гермафродитов с формой тела самок, которые по форме хвостового плавника могли быть отнесены почти ко всем известным мне стандартам: среди них можно было обнаружить веерохвостых остроугольных, флагохвостых, лирохвостых, лопатохвостых, копьехвостых.
К сожалению, я ничего не могу сказать о дозировке гормона в период выращивания, так как периодически гормон совсем не вводился, были периоды, когда концентрация гормона увеличивалась. Неизменным оставалось только одно: в раствор метилтестостерона помещались самки, которые до обработки приносили только типичных веерохвостых самцов. Результаты этого незапланированного опыта позволяют предполагать, что половые гормоны могут оказывать существенное влияние не только на величину, но и на форму плавников. Дальнейшие опыты должны показать, стоит ли применять гормоны для ускоренной проверки самок по потомству в случаях, когда селекция ведется по форме плавников (выбраковывать самок, приносящих потомков, у которых под влиянием гормона проявляется существенное отклонение формы плавников от стандарта). Такие же примерно изменения в форме хвостового плавника веерохвостых гуппи иногда наблюдаются при плохих условиях содержания и кормления.
В одном из опытов по окрашиванию самок гуппи я заменил метилтестостерон другим аналогом мужского полового гормона — метиландростендионом, добавляя его прямо в воду из расчета 0, 25—0, 5 мг/л. Этот гормон, как и метилтестостерон, считается практически нерастворимым в воде, но для того, чтобы окрасить самок гуппи он, как, впрочем, и метилтестостерон, растворяется в достаточном количестве. При таких концентрациях метиландростендиона процесс окраски протекал несколько иначе, чем в растворе метилтестостерона. Переходы от одного цвета к другому проявлялись менее контрастно. В метилтестостероне рост самок замедлялся, а в растворе метиландростендиона, наоборот, немного ускорялся. Если учесть, что и мужские половые гормоны (андрогены), и женские (эстрогены) успешно применяются для стимуляции роста в рыбоводстве (табл. 11), то можно предположить, что ускорение роста метиландростендионом может объясняться более удачным подбором концентрации раствора по сравнению с метилтестостероном. Кроме этого, следует учесть, что, по литературным данным, метиландростендион отличается от метилтестостерона меньшей андрогенной активностью при более высоком анаболитическом действии (см. табл. 11).
| Гормон | Рыба | Концентрация в корме мг/кг |
|---|---|---|
| Андрогены | ||
| 17-метилтестостерон | Карась | 1-2 |
| 17-этинилтестостерон | Форель | 3,4 |
| Метиландростерон | Карась | 15 |
| Андростендион | Форель | 500 |
| Дегидроэпиандростерон | Форель | 3200 |
| Тестостерон | Кижуч | 10 |
| 11-кетотестостерон | Кижуч | 10 |
| Эстрогены | ||
| Этилэстрол | Семга | 2,5 |
| Диметазин | Форель | 5,0 |
| Гормоны щитовидной железы | ||
| Тиреоид быка | Лосось | 20 |
| Тиреоид сухой | Лосось | 6 |
| Тиреоидин | Лосось | 60 |
| Трийодтиронин | Лосось | 20 |
X. Г. Петцольд (1960) сообщает (без указания дозировки), что добавление в воду тиреоидина замедляет развитие гуппи, Но позволяет вырастить их на 1/7 крупнее (длиннее), чем обычно.
Такая возможность подтверждается опытами с лососем при добавлении в воду 0, 1—10, 0 мг/л тиреоидина (В. В. Яржомбек и др., 1986).
Казалось бы, что для стимуляции роста рыб лучше применять выделяемый гипофизом соматотропный гормон (гормон роста), но синтетические его аналоги еще не разработаны, а естественный гормон роста получается в незначительных количествах, что ограничивает возможности его применения. Кроме этого, гормон видовоспецифичен и может оказаться непригодным. В условиях аквариумного рыбоводства наиболее вероятно, что он может использоваться для стимуляции роста только крупных рыб, которым можно делать инъекции (теоретически введение его в организм рыб с кормом нецелесообразно, так как в пищеварительном тракте он теряет активность).
В условиях аквариума было бы интересно повторить на рыбах опыты, которые были выполнены на тритонах и головастиках. Ссылаясь на литературные источники, С. С. Шварц (1980) сообщает, что кормление тритонов и головастиков мясом моллюсков (к сожалению, вид моллюсков не указан) приводит к существенному ускорению роста (масса головастиков увеличивалась на 60%). При этом меняется и форма тела: голова укорачивается, нижняя челюсть удлиняется. Объясняется все это тем, что кормление мясом моллюсков активизирует выделение гормонов гипофизом.
Однако ускорение роста под действием гормонов, как и другие приобретенные в процессе индивидуального развития признаки, не является наследственным, поэтому пытаться использовать гормоны для выведения более крупных или быстрорастущих пород рыб не имеет смысла. Впрочем, хотя метилтестостерон и некоторые другие гормоны считаются практически нерастворимыми в воде, аквариумисты успешно используют их. Не исключено, что при повышенной дозе соматотропного гормона он не потеряет полностью свою активность. Это требует проверки опытным путем.
